Экспрессия гена AREG в клетках кумулюса человека как маркер прогнозирования качества ооцитов

Актуальность. Вспомогательные репродуктивные технологии (ВРТ) являются перспективными методами лечения бесплодия. Персонализированный подход позволяет повысить их эффективность. Одним из таких подходов является разработка методов оценки качества эмбриона для переноса. Качество эмбриона, во многом определяющее успешность процедуры переноса, в значительной мере зависит от качества гамет, участвовавших в оплодотворении. Поэтому разработка неинвазивных методов оценки качества ооцитов востребована для развития персонализированных ВРТ. Молекулярно-биологическая характеристика клеток кумулюса может быть использована для оценки качества ооцитов и прогнозирования успешности имплантации перенесенного эмбриона. Цель исследования: оценка уровня экспрессии потенциальных генов — маркеров качества ооцита (AREG, STAR, PTGS2, HAS2 и SCD5) в кумулюсных клетках здоровых доноров и пациенток с первичным и вторичным типами бесплодия. Материалы и методы. В исследовании участвовало 9 здоровых доноров и 19 доноров из числа лиц, проходящих лечение бесплодия с применением методов ВРТ. Из клеток кумулюса, полученных при подготовке ооцитов к оплодотворению, выделяли РНК и синтезировали кДНК, которую использовали в качестве матрицы для ПЦР в режиме реального времени с праймерами к указанным выше генам интереса. Результаты. Обнаружены достоверные различия в уровне экспрессии гена AREG между клетками кумулюса ооцитов с успешным (процедура закончилась родами) и неудачным исходами ЭКО. Для генов STAR, HAS2, PTGS2 и SCD5 различия не выявлены. Заключение. Метод определения уровня экспрессии генов-маркеров с помощью ПЦР в режиме реального времени является перспективным для оценки качества ооцитов. Ген AREG является одним из возможных генов-маркеров.

1. Zegers-Hochschild F, Adamson GD, Dyer S, et al. The International Glossary on Infertility and Fertility Care, Fertil Steril. 2017;108:393–406. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2017.06.005.

2. Njagi P, Groot W, Arsenijevic J, et al. Financial costs of assisted reproductive technology for patients in low- and middle-income countries: a systematic review. Hum Reprod Open. 2023; 2: hoad007. DOI: 10.1093/hropen/hoad007.

3. Адамян Л.В., Серов В.Н., Корсак В.С., editors. Клинические рекомендации: Вспомогательные репродуктивные технологии и инсеминация. 2019.

4. Gardner DK, Schoolcraft WB. Culture and transfer of human blastocysts. Curr Opin Obstet Gynecol 1999; 11:3:307–11. DOI: 10.1097/00001703-199906000-00013.

5. Lemseffer Y, Terret ME, Campillo C, et al. Methods for Assessing Oocyte Quality: A Review of Literature. Biomedicines. 2022; 10:9:4–11. DOI: 10.3390/biomedicines10092184.

6. Sciorio R, Miranian D, Smith GD. Non-invasive oocyte quality assessment. Biol Reprod. 2022; 106:2:274– 90. DOI: 10.1093/biolre/ioac009.

7. Шурыгина О.В., Бачурин А.В., Бичевая Н.К. и др. Оценка ооцитов и эмбрионов в лаборатории ВРТ. Методические рекомендации РАРЧ. 2021.

8. Kokkali G, Coticchio G, Bronet F, et al. ESHRE PGT Consortium and SIG Embryology good practice recommendations for polar body and embryo biopsy for PGT. Hum Reprod Open. 2020; 3: hoaa020. DOI: 10.1093/hropen/hoaa020.

9. Bromer JG, Seli E. Assessment of embryo viability in assisted reproductive technology: Shortcomings of current approaches and the emerging role of metabolomics. Curr Opin Obstet Gynecol. 2008; 20:3:234–41. DOI: 10.1097/GCO.0b013e3282fe723d.

10. Brower PT, Schultz RM. Intercellular communication between granulosa cells and mouse oocytes: Existence and possible nutritional role during oocyte growth. Dev Biol. 1982; 90:1:144–53. DOI: 10.1016/0012-1606(82)90219-6.

11. Uyar A, Torrealday S, Seli E. Cumulus and granulosa cell markers of oocyte and embryo quality. Fertil Steril. 2013; 99:4: 979–97. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2013.01.129.

12. Tanghe S, Van Soom A, Nauwynck H, et al. Minireview: Functions of the cumulus oophorus during oocyte maturation, ovulation, and fertilization. Mol Reprod Dev. 2002;61:3:414–24. DOI: 10.1002/mrd.10102.

13. Feuerstein P, Cadoret V, Dalbies-Tran R, et al. Gene expression in human cumulus cells: One approach to oocyte competence. Hum Reprod. 2007;22:3069–77. DOI: 10.1093/humrep/dem336.

14. Fritzsche H, Michelmann HW, Siebzehnrübl, et al. Interactions between oocyte and surrounding cumulus cells influence the results of assisted reproduction. J Fur Reproduktionsmedizin Und Endokrinol. 2006; 3:373–8.

15. Feuerstein P, Puard V, Chevalier C, et al. Genomic assessment of human cumulus cell marker genes as predictors of oocyte developmental competence: Impact of various experimental factors. PLoS One. 2012; 7: e40449. DOI: 10.1371/journal.pone.0040449.

16. Ma Y, Jin J, Tong X, et al. ADAMTS1 and HSPG2 mRNA levels in cumulus cells are related to human oocyte quality and controlled ovarian hyperstimulation outcomes. J Assist Reprod Genet. 2020; 37:3: 657–67. DOI: 10.1007/s10815-019-01659-8.

17. McKenzie LJ, Pangas SA, Carson SA, et al. Human cumulus granulosa cell gene expression: A predictor of fertilization and embryo selection in women undergoing IVF. Hum Reprod. 2004; 19:12:2869–74. DOI: 10.1093/humrep/deh535.

18. Kotova AV, Lobov AA, Dombrovskaya JA, et al. Comparative analysis of dental pulp and periodontal stem cells: Differences in morphology, functionality, osteogenic differentiation and proteome. Biomedicines. 2021; 9:11:1– 26. DOI: 10.3390/biomedicines9111606.

19. Ajith A, Portik-Dobos V, Nguyen-Lefebvre AT, et al. HLA-G dimer targets Granzyme B pathway to prolong human renal allograft survival. FASEB J. 2019; 33:4:5220– 36. DOI: 10.1096/fj.201802017R.

20. Mamo S, Gal AB, Polgar Z, et al. Expression profiles of the pluripotency marker gene POU5F1 and validation of reference genes in rabbit oocytes and preimplantation stage embryos. BMC Mol Biol. 2008; 9:1–13. DOI: 10.1186/1471-2199-9-67.

21. Assidi M, Dufort I, Ali A, et al. Identification of potential markers of oocyte competence expressed in bovine cumulus cells matured with follicle-stimulating hormone and/or phorbol myristate acetate in vitro. Biol Reprod. 2008; 79:2:209–22. DOI: 10.1095/biolreprod.108.067686.

22. Rogers-Broadway KR, Karteris E. Amplification efficiency and thermal stability of qPCR instrumentation: Current landscape and future perspectives. Exp Ther Med. 2015; 10:4:1261–4. DOI: 10.3892/etm.2015.2712.

23. Сафронова Н.А., Калинина Е.А., Донников А.Е. и др. Ассоциация экспрессии генов в кумулюсных клетках c эмбриологическими показателями в программах вспомогательных репродуктивных технологий. Акушерство и гинекология. 2016; 7: 60–66. DOI: 10.18565/aig.2016.7.60-66.

24. Sirait B, Wiweko B, Jusuf AA, et al. Oocyte Competence Biomarkers Associated With Oocyte Maturation: A Review. Front Cell Dev Biol. 2021; 9:710292. DOI: 10.3389/fcell.2021.710292.

25. Haug LM, Wilson RC, Gaustad AH, et al. Cumulus Cell and Oocyte Gene Expression in Prepubertal Gilts and Sows Identifies Cumulus Cells as a Prime Informative Parameter of Oocyte Quality. Biology (Basel). 2023; 12:12:1484. DOI: 10.3390/biology12121484.

26. Choi Y, Wilson K, Hannon PR, et al. Coordinated regulation among progesterone, prostaglandins, and egflike factors in human ovulatory follicles. J Clin Endocrinol Metab. 2017; 102:6: 1971–82. DOI: 10.1210/jc.2016-3153.

27. Wathlet S, Adriaenssens T, Segers I, et al. Cumulus cell gene expression predicts better cleavage-stage embryo or blastocyst development and pregnancy for ICSI patients. Hum Reprod. 2011; 26:5: 1035–51. DOI: 10.1093/humrep/der036.

28. Faizal AM, Elias MH, Jin NM, et al. Unravelling the role of HAS2, GREM1, and PTGS2 gene expression in cumulus cells: implications for human oocyte development competency — a systematic review and integrated bioinformatic analysis. Front Endocrinol (Lausanne). 2024; 15: 1274376. DOI: 10.3389/fendo.2024.1274376.

29. Sugimura S, Ritter LJ, Sutton-McDowall ML, et al. Amphiregulin co-operates with bone morphogenetic protein 15 to increase bovine oocyte developmental competence: Effects on gap junction-mediated metabolite supply. Mol Hum Reprod. 2014; 20:6: 499–513. DOI: 10.1093/molehr/gau013.