Преципитация малых внеклеточных везикул крови в кислых условиях и использование этого метода для выделения везикул нейронального происхождения

Актуальность. Исследования состава и свойств малых внеклеточных везикул (мВВ) сегодня становятся все более востребованными в связи с их значимостью для диагностики и терапии многих патологий. При всей актуальности подобных исследований надежные универсальные методы выделения и изучения мВВ все еще не разработаны. Цель. Разработать модификацию метода выделения мВВ и использовать новый подход для выделения мВВ нейронального происхождения. Материалы и методы. С помощью преципитации полиэтиленгликолем (ПЭГ) при разных значениях рН и ионной силы выделяли мВВ из крови здоровых добровольцев. С помощью иммунопреципитации выделяли мВВ нейронального происхождения. Нейрональные мВВ биотинилировали, биотинилированные белки идентифицировали с помощью масс-спектрометрии. Результаты. В результате проведенной работы была разработана модификация метода преципитации ПЭГ при кислых значениях рН, позволившая в несколько раз увеличить выход нейрональных мВВ. Идентифицированы поверхностные белки мВВ, этими белками оказались сывороточный альбумин, аполипопротеин В, компоненты системы комплемента С1r, С1q, С1s, С3 и тяжелые цепи иммуноглобулинов. Заключение. Преципитация ПЭГ в кислых условиях позволяет выделять больше нейрональных мВВ из сыворотки крови, чем преципитация ПЭГ в нейтральной среде. При этом нейрональные мВВ в крови, скорее всего, существуют в комплексе с белками крови, представляющими собой так называемую белковую шубу.

1. Liu YJ, Wang C. A review of the regulatory mechanisms of extracellular vesicles-mediated intercellular communication. Cell Communication and Signaling. 2023;21(1):77. DOI:10.1186/s12964-023-01104-5.

2. Welsh JA, Goberdhan DCI, O’Driscoll L, et al. Minimal information for studies of extracellular vesicles (MISEV2023): From basic to advanced approaches. Journal of Extracellular Vesicles. 2024;13(2):e12404. DOI:10.1002/ jev2.12404.

3. Herrmann IK, Wood MJA, Fuhrmann G. Extracellular vesicles as a next-generation drug delivery platform. Nat Nanotechnol. 2021;16(7):748–759. DOI:10.1038/s41565-021-00931-2.

4. Hoshino A, Costa-Silva B, Shen TL, et al. Tumour exosome integrins determine organotropic metastasis. Nature. 2015;527(7578):329–335. DOI:10.1038/nature15756.

5. Rider MA, Hurwitz SN, Meckes DG. ExtraPEG: A Polyethylene Glycol-Based Method for Enrichment of Extracellular Vesicles. Sci Rep. 2016;6:23978. DOI:10.1038/srep23978.

6. Goetzl EJ, Boxer A, Schwartz JB, et al. Altered lysosomal proteins in neural-derived plasma exosomes in preclinical Alzheimer disease. Neurology. 2015;85(1):40– 47. DOI:10.1212/WNL.0000000000001708.

7. Yakovlev AA, Druzhkova TA, Stefanovich A, et al. Elevated Level of Small Extracellular Vesicles in the Serum of Patients With Depression, Epilepsy and Epilepsy with Depression. Neurochemical Journal. 2023;17(4):571–583. DOI:10.1134/S1819712423040149.

8. Shevchenko A, Wilm M, Vorm O, Mann M. Mass spectrometric sequencing of proteins from silver-stained polyacrylamide gels. Analytical Chemistry. 1996;68(5):850– 858. DOI:10.1021/ac950914h.

9. Ban JJ, Lee M, Im W, Kim M. Low pH increases the yield of exosome isolation. Biochemical and Biophysical Research Communications. 2015;461(1):76– 79. DOI:10.1016/j.bbrc.2015.03.171.

10. Zhang X, Borg EGF, Liaci AM, et al. A novel three step protocol to isolate extracellular vesicles from plasma or cell culture medium with both high yield and purity. J Extracell Vesicles. 2020;9(1):1791450. DOI:10.1080/20013 078.2020.1791450.

11. Tóth EÁ, Turiák L, Visnovitz T, et al. Formation of a protein corona on the surface of extracellular vesicles in blood plasma. J Extracell Vesicles. 2021;10(11):e12140. DOI:10.1002/jev2.12140.

12. Yerneni SS, Solomon T, Smith J, et al. Radioiodination of extravesicular surface constituents to study the biocorona, cell trafficking and storage stability of extracellular vesicles. Biochim Biophys Acta Gen Subj. 2022;1866(2):130057. DOI:10.1016/j.bbagen.2021.130057.