Preview

Трансляционная медицина

Расширенный поиск

Mолекулярные механизмы сосудистой кальцификации

https://doi.org/10.18705/2311-4495-2020-7-1-6-21

Полный текст:

Аннотация

Сосудистая кальцификация является распространенной и опасной для жизни патологией. Это активный биорегулируемый процесс, который наблюдается в патогенезе целого ряда заболеваний, связанных с нарушением метаболизма, патологиями соединительной ткани и старением. В кальцификации сосудов задействованы сигнальные пути и транскрипционные факторы, которые также играют роль в нормальном остеогенезе и/или в развитии сосудов. В обзоре особое внимание уделено роли сигнальных путей BMP (bone morphogenic protein, костный морфогенный белок), Notch, Wnt [wingless-type MMTV (Mouse Mammary Tumor Virus) integration site family members, член семейства интеграционного сайта ММТВ (мышиный вирус опухоли молочной железы) типа потери крыльев] и роли транскрипционных факторов BMP2, RUNX2, Msx2 в процессе кальцификации. По-видимому, нарушения в функционировании проостеогенных сигнальных путей и приобретение клетками сосудов остеогенного фенотипа характерно не только для минерализации и окостенения сосудов, но и является общим путем деградации сосудов. Проостеогенные изменения на клеточном и молекулярном уровне могут играть роль и в патогенезе заболеваний, в которых минерализация сосудов не проявляется, таких как аневризма грудной аорты. Способность сосудистых клеток приобретать остеофенотип, вероятно, имеет биологический смысл. Чрезмерное ослабление уровня активности остеогенных сигнальных путей также может приводить к патологическим изменениям в сосудах.

Целью представляемого обзора является рассмотрение механизмов сосудистой кальцификации с точки зрения участия сигнальных путей и сосудистых клеток в этом процессе. Главной задачей обзора является исследование причин и механизмов аортальной кальцификации; особый интерес для авторов представляет роль процессов кальцификации в патогенезе аневризмы аорты. Понимание механизмов биологической регуляции про- и антиостеогенных процессов при патологии и в норме открывает возможности воздействовать на этот процесс при коррекции сосудистых патологий.

Об авторах

Д. А. Костина
Федеральное государственное бюджетное учреждение «Национальный медицинский исследовательский центр имени В. А. Алмазова» Министерства здравоохранения Российской Федерации; Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт цитологии Российской академии наук
Россия

Костина Дарья Алексеевна, младший научный со-
трудник лаборатории молекулярной кардиологии ФГБУ
«НМИЦ им. В. А. Алмазова» Минздрава России; науч-
ный сотрудник лаборатории регенеративной биомеди-
цины ИНЦ РАН

Тихорецкий пр., д. 4, Санкт-Петербург, Россия, 194064



В. Е. Успенский
Федеральное государственное бюджетное учреждение «Национальный медицинский исследовательский центр имени В. А. Алмазова» Министерства здравоохранения Российской Федерации
Россия

Успенский Владимир Евгеньевич, к.м.н., старший научный сотрудник научно-исследовательской лаборатории хирургии пороков и ишемической болезни сердца

Санкт-Петербург



Д. С. Семенова
Федеральное государственное бюджетное учреждение «Национальный медицинский исследовательский центр имени В. А. Алмазова» Министерства здравоохранения Российской Федерации; Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт цитологии Российской академии наук; Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования «Санкт-Петербургский государственный университет»
Россия

Семенова Дарья Сергеевна, младший научный сотрудник лаборатории молекулярной кардиологии; младший научный сотрудник лаборатории регенеративной биомедицины; аспирант

Санкт-Петербург



А. С. Костина
Федеральное государственное бюджетное учреждение «Национальный медицинский исследовательский центр имени В. А. Алмазова» Министерства здравоохранения Российской Федерации; Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт цитологии Российской академии наук
Россия

Костина Александра Станиславовна, научный сотрудник лаборатории молекулярной кардиологии; старший научный сотрудник лаборатории регенеративной биомедицины

Санкт-Петербург



Н. В. Боярская
Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт цитологии Российской академии наук
Россия

Боярская Надежда Владимировна, младший научный сотрудник лаборатории регенеративной биомедицины

Санкт-Петербург



О. Б. Иртюга
Федеральное государственное бюджетное учреждение «Национальный медицинский исследовательский центр имени В. А. Алмазова» Министерства здравоохранения Российской Федерации
Россия

Иртюга Ольга Борисовна, к.м.н., ведущий научный сотрудник научно-исследовательской лаборатории кардиомиопатий

Санкт-Петербург



А. Б. Малашичева
Федеральное государственное бюджетное учреждение «Национальный медицинский исследовательский центр имени В. А. Алмазова» Министерства здравоохранения Российской Федерации; Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт цитологии Российской академии наук; Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования «Санкт-Петербургский государственный университет»
Россия

Малашичева Анна Борисовна,к.б.н., заведующий научно-исследовательской лабораторией молекулярной кардиологии; ведущий научный сотрудник, заведующий лабораторией регенеративной биомедицины; доцент кафедры эмбриологии биологического факультета

Санкт-Петербург



Список литературы

1. Pameijer H, Paul J. Chemical and physicochemical studies on the mineral deposits of the human atherosclerotic aorta. Atherosclerosis. 1980;37:199–210.

2. Sun Y, Byon CH, Yuan K, et al. Smooth muscle cell-specific runx2 deficiency inhibits vascular calcification. Circ Res. 2012;111(5):543–552.

3. Nakahara T, Sato H, Shimizu T, et al. Fibroblast growth factor-2 induces osteogenic differentiation through a Runx2 activation in vascular smooth muscle cells. Biochem Biophys Res Commun. 2010;394(2):243–248.

4. Chen H, Ghori-Javed FY, Rashid H, et.al. Chondrocyte-specific regulatory activity of Runx2 is essential for survival and skeletal development. Cells Tissues Organs. 2011;194(2–4):161–165.

5. K. Bostrom, K. E. Watson, S. Horn, et.al. Bone Morphogenetic Protein Expression in Human Atherosclerotic Lesions. J Clin Investig Investig. 1993;9:1800–1809.

6. Yanagisawa H, Wagenseil J. Elastic fibers and biomechanics of the aorta: Insights from mouse studies. Matrix Biol. 2019;1:1–13.

7. Lanzer P, Boehm M, Sorribas V, et al. Medial vascular calcification revisited: review and perspectives. Eur Heart J. 2014;35(23):1515–1525.

8. Otsuka F, Sakakura K, Yahagi K, et.al. Has Our Understanding of Calcification in Human Coronary Atherosclerosis Progressed? Atherosclerosis, Thrombosis and Vascular Biology. 2014; 34:724–736.

9. Rutkovskiy A, Malashicheva A, Sullivan G, et al. Valve Interstitial Cells: The Key to Understanding the Pathophysiology of Heart Valve Calcification. J Am Heart Assoc. 2017;6(9):1–23.

10. Hjortnaes J, Shapero K, Goettsch C, et al. Valvular interstitial cells suppress calcification of valvular endothelial cells. Atherosclerosis. 2015;242(1):251–260.

11. Vanholder R, Van Laecke S, Glorieux G, et.al. Deleting Death and Dialysis: Conservative Care of Cardio- Vascular Risk and Kidney Function Loss in Chronic Kidney Disease (CKD). Toxins (Basel). 2018;10(237):1–71.

12. Venuthurupalli SK, Hoy WE, Healy HG, et.al. CKD Screening and Surveillance in Australia: Past, Present, and Future. Kidney Int reports. 2018;3(1):36–46.

13. Olechnowicz-Tietz S, Gluba A, Paradowska A, et.al. The risk of atherosclerosis in patients with chronic kidney disease. Int Urol Nephrol. 2013;45(6):1605–1612.

14. Tada H, Kawashiri M-A, Yamagishi M. Clinical Perspectives of Genetic Analyses on Dyslipidemia and Coronary Artery Disease. J Atheroscler Thromb. 2017;24(5):452–461.

15. Tesauro M, Mauriello A, Rovella V, et al. Arterial ageing: from endothelial dysfunction to vascular calcification. J Intern Med. 2017;281(5):471–482.

16. von Hundelshausen P, Schmitt M. Platelets and their chemokines in atherosclerosis — clinical applications. Front Physiol. 2014;5:1–17.

17. Schweighofer N, Aigelsreiter A, Trummer O, et al. Direct comparison of regulators of calcification between bone and vessels in humans. Bone. 2016;88:31–38.

18. Allahverdian S, Chaabane C, Boukais K, et.al. Smooth muscle cell fate and plasticity in atherosclerosis. Cardiovasc Res. 2018;114(4):1–26.

19. Guo X, Chen S. Transforming growth factor-β and smooth muscle differentiation. World J Biol Chem. 2012;3(3):41–52.

20. Persy V, Haese PD. Vascular calcification and bone disease : the calcification paradox. Trends Mol Med. 2009;15:405–416.

21. Demer LL, Tintut Y. The leading edge of vascular calcification. Trends Cardiovasc Med. 2015;25(4):275–277.

22. Nguyen-Yamamoto L, Tanaka K-I, St-Arnaud R, et.al. Vitamin D-regulated osteocytic sclerostin and BMP2 modulate uremic extraskeletal calcification. JCI Insight. 2019;4(13):1–14.

23. Urist MR. Bone: Formation by Autoinduction. Science. 1965;150:893–899.

24. Wang RN, Green J, Wang Z, et al. Bone Morphogenetic Protein (BMP) signaling in development and human diseases. Genes Dis. 2014;1(1):87–105.

25. Zuo W, Zeng P, Chen X, et.al. Promotive effects of bone morphogenetic protein 2 on angiogenesis in hepatocarcinoma via multiple signal pathways. Sci Reports. 2016;6(1):1–9.

26. Liao K-H, Chang S-J, Chang H-C, et al. Endothelial angiogenesis is directed by RUNX1T1-regulated VEGFA, BMP4 and TGF-β2 expression. PLoS One. 2017; 12(6): 1–19.

27. Goldman DC, Donley N, Christian JL. Genetic interaction between Bmp2 and Bmp4 reveals shared functions during multiple aspects of mouse organogenesis. Mech Dev. 2009;126(3–4):117–27.

28. Shao J-S, Cheng S-L, Pingsterhaus JM, et. al. Msx2 promotes cardiovascular calcification by activating paracrine Wnt signals. J Clin Invest. 2005;115(5):1210–1220.

29. Mizobuchi M, Towler D, Slatopolsky E. Vascular Calcification: The Killer of Patients with Chronic Kidney Disease. J Am Soc Nephrol. 2009;20(7):1453–1464.

30. Rawadi G, Vayssière B, Dunn F, et.al. BMP-2 controls alkaline phosphatase expression and osteoblast mineralization by a Wnt autocrine loop. J Bone Miner Res. 2003;18(10):1842–1853.

31. Albanese I, Khan K, Barratt B, et.al. Atherosclerotic Calcification: Wnt Is the Hint. J Am Heart Assoc. 2018;7(4):1–12.

32. Shao JS, Cai J, Towler DA. Molecular mechanisms of vascular calcification: Lessons learned from the aorta. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2006;26(7):1423–1430.

33. Cheng S, Shao J, Charlton-kachigian N, et.al. Msx2 Promotes Osteogenesis and Suppresses Adipogenic Differentiation of Multipotent Mesenchymal Progenitors. 2003;278(46):45969–45977.

34. Chen C, Lin J, Li L, et al. The role of the BMP4/ Smad1 signaling pathway in mesangial cell proliferation: A possible mechanism of diabetic nephropathy. Life Sci. 2019;220:106–116.

35. Yang J, Shi P, Tu M, et al. Bone morphogenetic proteins: Relationship between molecular structure and their osteogenic activity. Food Sci Hum Wellness. 2015;3(3–4):127–135.

36. Boström KI, Rajamannan NM, Towler DA. The regulation of valvular and vascular sclerosis by osteogenic morphogens. Circ Res. 2011;109(5):564–77.

37. Komori T, Yagi H, Nomura S, et al. Targeted Disruption of Cbfa1 Results in a Complete Lack of Bone Formation owing to Maturational Arrest of Osteoblasts. Cell. 1997;89(5):755–764.

38. Rutkovskiy A, Stensløkken K-O, Vaage IJ. Osteoblast Differentiation at a Glance. Med Sci Monit Basic Res. 2016;22:95–106.

39. Wang P, Zhou P, Chen W, et.al. Combined effects of hyperphosphatemia and hyperglycemia on the calcification of cultured human aortic smooth muscle cells. Exp Ther Med. 2019;17(1):863–868.

40. Matsubara T, Kida K, Yamaguchi A, et al. BMP2 Regulates Osterix through Msx2 and Runx2 during Osteoblast Differentiation. J Biol Chem. 2008;283(43):29119–29125.

41. Yuan S, Jing H. Experimental Cardiac pathologies in relation to Smad-dependent pathways. Interactive Cardiovascular And Thoracic Surgery.2010;11:455–460.

42. Daluiski A, Engstrand T, Bahamonde ME, et al. Bone morphogenetic protein-3 is a negative regulator of bone density. Nat Genet. 2001;27(1):84–88.

43. Johnson K, Polewski M, van Etten D, et.al. Chondrogenesis mediated by PPi depletion promotes spontaneous aortic calcification in NPP1-/- mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2005;25(4):686–691.

44. Rathan S, Yoganathan AP, O’Neill CW. The role of inorganic pyrophosphate in aortic valve calcification. J Heart Valve Dis. 2014;23(4):387–394.

45. Chiyoya M, Seya K, Yu Z, et al. Matrix Gla protein negatively regulates calcification of human aortic valve interstitial cells isolated from calcified aortic valves. J Pharmacol Sci. 2018;136(4):257–265.

46. Johnson RC, Leopold JA, Loscalzo J. Vascular Calcification. Circ Res. 2006;99(10):1044–1059.

47. White MP, Theodoris C V, Liu L, et al. NOTCH1 regulates matrix gla protein and calcification gene networks in human valve endothelium. J Mol Cell Cardiol. 2015;84:13–23.

48. Cecil DL, Terkeltaub RA. Arterial calcification is driven by RAGE in Enpp1-/- mice. J Vasc Res. 2011;48(3):227–235.

49. Boström KI, Jumabay M, Matveyenko A, et.al. Activation of vascular bone morphogenetic protein signaling in diabetes mellitus. Circ Res. 2011;108(4):446–457.

50. Kloen P, Lauzier D, Hamdy RC. Co-expression of BMPs and BMP-inhibitors in human fractures and nonunions. Bone. 2012;51(1):59–68.

51. Lee D. Vascular calcification: Inducers and inhibitors. Mater Sci Eng B Solid-State Mater Adv Technol. 2011;176(15):1133–1141.

52. Li N, Cheng W, Huang T, et.al. Vascular adventitia calcification and its underlying mechanism. PLoS One. 2015;10(7):1–12.

53. Hou Y-C, Liu W-C, Zheng C-M, et.al. Role of Vitamin D in Uremic Vascular Calcification. Bio Med Res Int. 2017;2017:1–13.

54. Leopold JA. Vascular calcification: Mechanisms of vascular smooth muscle cell calcification. Trends Cardiovasc Med. 2015;25(4):267–274.

55. Boström K, Watson KE, Stanford WP, et.al. Atherosclerotic calcification: relation to developmental osteogenesis. Am J Cardiol. 1995;75(6):88–91.

56. Schurgers LJ, Uitto J, Reutelingsperger CP. Vitamin K-dependent carboxylation of matrix Gla-protein: a crucial switch to control ectopic mineralization. Trends Mol Med. 2013;19(4):217–226.

57. Jian J, Sun L, Cheng X, Hu X, et.al. Calycosin-7-O-β-d-glucopyranoside stimulates osteoblast differentiation through regulating the BMP/WNT signaling pathways. Acta Pharm Sin B. 2015;5(5):454–460.

58. Kramann R, Goettsch C, Wongboonsin J, et al. Adventitial MSC-like Cells Are Progenitors of Vascular Smooth Muscle Cells and Drive Vascular Calcification in Chronic Kidney Disease. Cell Stem Cell. 2016;19(5):628–642.

59. Simes D, Marreiros C, Araújo N, et.al. The interplay between mineral metabolism, vascular calcification and inflammation in Chronic Kidney Disease (CKD): challenging old concepts with new facts. Aging (Albany NY). 2019;11(12):4274–4299.

60. Xu Z, Ji G, Shen J, et.al. SOX9 and myocardin counteract each other in regulating vascular smooth muscle cell differentiation. Biochem Biophys Res Commun. 2012;422(2):285–290.

61. Proudfoot D, Skepper JN, Shanahan CM, et.al. Calcification of Human Vascular Cells In Vitro Is Correlated With High Levels of Matrix Gla Protein and Low Levels of Osteopontin Expression. Arter Thromb Vasc Biol. 1998;18:379–388.

62. Russo R, Di Iorio B, Di Lullo L, et.al. Epicardial adipose tissue: new parameter for cardiovascular risk assessment in high risk populations. J Nephrol. 2018;31(6):847–853.

63. Kostina A, Semenova D, Kostina D, et.al. Human aortic endothelial cells have osteogenic Notch-dependent properties in co-culture with aortic smooth muscle cells. Biochem Biophys Res Commun. 2019;514(2):462–468.

64. Prosdocimo DA, Wyler SC, Romani AM, et.al. Regulation of vascular smooth muscle cell calcification by extracellular pyrophosphate homeostasis: synergistic modulation by cyclic AMP and hyperphosphatemia. Am J Physiol Physiol. 2010;298(3):702–713.

65. Ladich E, Yahagi K, Romero ME, et.al. Vascular diseases: aortitis, aortic aneurysms, and vascular calcification. Cardiovasc Pathol. 2016;25(5):432–441.

66. Saeyeldin AA, Velasquez CA, Mahmood SUB, et al. Thoracic aortic aneurysm: unlocking the ‘silent killer’ secrets. Gen Thorac Cardiovasc Surg . 2019;67(1):1–11.

67. Salmon M, Johnston WF, Woo A, et al. KLF4 Regulates Abdominal Aortic Aneurysm Morphology and Deletion Attenuates Aneurysm Formation. Circulation. 2013;128:163–174.

68. Nakayama A, Morita H, Hayashi N, et al. Inverse Correlation Between Calcium Accumulation and the Expansion Rate of Abdominal Aortic Aneurysms. Circ J. 2016;80(2):332–339.

69. Wang SS, Martin LJ, Schadt EE, et al. Disruption of the Aortic Elastic Lamina and Medial Calcification Share Genetic Determinants in Mice. Circ Cardiovasc Genet. 2009;2(6):573–582.

70. Wanga S, Hibender S, Ridwan Y, et al. Aortic microcalcification is associated with elastin fragmentation in Marfan syndrome. J Pathol. 2017;243(3):294–306.

71. Ignatieva E, Kostina D, Irtyuga O, et al. Mechanisms of smooth muscle cell differentiation are distinctly altered in thoracic aortic aneurysms associated with bicuspid or tricuspid aortic valves. Front Physiol. 2017;8:1–12.

72. Rutkovskiy A, Lund M, Siamansour TS, et al. Mechanical stress alters the expression of calcificationrelated genes in vascular interstitial and endothelial cells. Interact Cardiovasc Thorac Surg. 2019;28(5):803–811.

73. Kostina A, Shishkova A, Ignatieva E, et al. Different Notch signaling in cells from calcified bicuspid and tricuspid aortic valves. J Mol Cell Cardiol. 2018;114:211–219.

74. Kostina AS, Uspensky VE, Irtyuga OB, et al. Notch-dependent EMT is attenuated in patients with aortic aneurysm and bicuspid aortic valve. Biochim Biophys Acta — Mol Basis Dis. 2016;1862(4):733–740.

75. Kostina A, Bjork H, Ignatieva E, et al. Notch, BMP and WNT/β-catenin network is impaired in endothelial cells of the patients with thoracic aortic aneurysm. Atheroscler Suppl. 2018;35:6–13.

76. Theodoris C V, Li M, White MP, et al. Human disease modeling reveals integrated transcriptional and epigenetic mechanisms of NOTCH1 haploinsufficiency. Cell. 2015;160(6):1072–1086.

77. Shimizu T, Tanaka T, Iso T, et al. Notch signaling pathway enhances bone morphogenetic protein 2 (BMP2) responsiveness of Msx2 gene to induce osteogenic differentiation and mineralization of vascular smooth muscle cells. J Biol Chem. 2011;286(21):19138–19148.


Для цитирования:


Костина Д.А., Успенский В.Е., Семенова Д.С., Костина А.С., Боярская Н.В., Иртюга О.Б., Малашичева А.Б. Mолекулярные механизмы сосудистой кальцификации. Трансляционная медицина. 2020;7(1):6-21. https://doi.org/10.18705/2311-4495-2020-7-1-6-21

For citation:


Kostina D.A., Uspensky V.E., Semenova D.S., Kostina A.S., Boyarskaya N.V., Irtyuga O.B., Malashicheva A.B. Role of calcification in aortic degeneration. Translational Medicine. 2020;7(1):6-21. (In Russ.) https://doi.org/10.18705/2311-4495-2020-7-1-6-21

Просмотров: 68


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 2311-4495 (Print)
ISSN 2410-5155 (Online)